你的情况，很有可能是抵抗力下降引起的重要因素，因此，应劳逸结合注意休息，多喝水，多吃新鲜蔬菜水果，多锻炼身体，提高抵抗力，这是预防的关键，而一旦出现莫名原因的皮肤疼痛或疱疹，应及早到正规医院诊治。
一、小鼠的抓取固定
1、小鼠性情较温顺，挣扎力小，比较容易抓取和固定。抓取时，用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部放在格板或铁笼上。
2、趁着小鼠试图挣脱的瞬间，迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌。
3、放松拇指和食指，用另外三个手指控制小鼠，然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠，完成抓取固定。
4、小鼠性情较温顺，一般不咬人，比较容易固定。通常是用右手提起小鼠的尾部，将其放在鼠盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前爬行时，迅速用左手拇指和食指捏住其双耳及颈后部皮肤，将小鼠置于左手掌心上，再以右手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
注意事项:抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部，不能仅捏住小鼠尾巴的尾端，因为这时小鼠的重量全部集中到尾端，如果小鼠挣扎，有可能弄破尾端。在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时，可将小鼠用线绳捆绑在木板上，或固定在尾静脉注射架及粗试管中。
二、大鼠的抓取固定
抓取大鼠前最好戴上防护手套，右手轻轻抓住大鼠尾巴的中部并提起，迅速放在笼盖上或其他粗糙面上，左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行，以左手拇指和指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取固定。
三、豚鼠的抓取固定
捉拿时，实验人员可先用手轻轻扣、按住豚鼠背部，顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环其颈部，用另一只手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取固定。
四、兔的抓取固定
抓取固定方法是用右手把两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，提起家兔，然后用左手托住臀部。
另一种方法是使用家兔固定栏，打开固定栏的前盖，抓取家兔放进栏内，右手抓住家兔耳朵将头部拉过固定栏的开孔，迅速关上栏门。
五、犬的抓取固定
犬性情凶猛、咬人，但通人性。如果犬在动物实验前曾与实验人员有接触，受过驯养调教，抓取固定就比较容易。受过驯养的犬或哔格犬的抓取固定，实验人员应弯下膝盖，一只胳膊绕着它的胸部，另一只胳膊绕着后肢的大腿，两只胳膊一起绕着将犬抱起。
取固定比较凶猛的犬时，应使用特制的长柄犬头钳夹住犬颈部，注意不要夹伤嘴或其他部位。夹住犬颈后，迅速用链绳从犬夹下面圈套住犬颈部，立即拉紧犬颈部链绳使犬头固定。再用1米长的绷带打--活套从犬的背面或侧面将活套套在其嘴面部，迅速拉紧活套结，将结打在颌上，然后绕到下颌打一个结，最后将绷带引至颈后部打结固定。
一、季节性脱毛，主要是气候变化引起的。夏、秋两季是仓鼠脱毛换毛的季节，一般会持续一段时间。当然突然的气候变化也会引起鼠鼠脱毛，这些都是正常现象，并不会秃的很厉害，一般很短时间内就可以重新长出来，其实脱毛现象在长毛的仓鼠身上比较明
显。
二、仓鼠老龄化，一般仓鼠在1-2岁的时候便会出现轻微脱毛现象，脱毛的地方一般出现在腿上、腹部和臀部。（ps：怀孕的时候腹部也会脱毛）
三、仓鼠的饮食问题。这个通常是由饲主喂养不当造成的，倒不是营养是否过剩的问题，而是营养成分摄取不均衡的原因。比如维生素的摄入量不足和不饱和脂肪酸的摄入量不足or过剩。长期以往，仓鼠本体就会出现各种问题，最常见的饮食性脱毛就是由内分泌失调引起的。所以仓鼠只要正常摄入品质较好鼠粮就足够了，至于其他的营养品我觉得除非特殊情况，否则都没有必要给的，零食类的也是为了让仓鼠调剂口味，并不适宜多给。仓鼠是种很耐粗的小动物。
四、疾病引起的脱毛。最常见的就是皮肤癣或者是生螨虫，一般秃毛的地方，仓鼠会一直不停地挠，这时候我们就要检查那里的皮肤状况，是否有皮屑或者是结痂，如果是，就要立刻采取行动，给仓鼠用药，同时还要密切监视仓鼠的体重以及大便情况，如果这期间出现了体重下降或者是软便的情况就要立即分笼。
五、仓鼠的居住环境。这里我主要说一下垫料的问题。我们一直在强调有些垫料不能随便给仓鼠用，比如大家用的最广泛的松木、杉木和杨木（猫砂我就不说了）。的确，这些垫料的除臭效果确实不错的说，也可能会有人说，我一直在用我的仓鼠也没事。这只是咱们人的主观想法，不代表仓鼠就会过的很舒服，或长或短的时间都会引起仓鼠的呼吸道产生疾病或者是皮肤过敏。这样有安全隐患的事情大家为了仓鼠还是不要做得好。其次有些朋友误认为用猫砂或者木屑、木粒可以帮助仓鼠吸取表皮身体的油脂，维持干燥，保持干净，这样说来其实根本就没有任何依据，否则仓鼠浴沙就没有任何意义了。而且适量的皮毛油脂也可以对仓鼠的皮毛产生一个养护作用。所以给仓鼠洗澡的时候不需要过于频繁，否则会引起皮肤干燥，而不经常洗澡则会让仓鼠的皮毛变得比较肮脏。大家可以根据当地的气候随时调整给仓鼠洗澡的频率。上述原因都会造成仓鼠脱毛。
如果是局部大面积脱毛，我估计皮肤病的可能大点，你可以去买洁尔阴，兑水稀释下给SS擦身，严重的话SS会毛褪光的，但不要急，之后你只要营养跟上，不出几天，漂亮的新毛会重新长出来的哦~
希望对你有用，祝你的SS早日康复~
一、编号
实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。
(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
(四)化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有
涂染红色：05%中性红或品红溶液
涂染**：3-5%苦味酸溶液
涂染黑色：煤焦油的酒精溶液
根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1～ 9999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
二、分组
(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。3具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为A组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。 一、实验动物的除毛
在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。
(四)脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。
适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。
适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2 硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3 硫化钠8g溶于100ml水中。
二、实验动物的给药
在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一)注射给药法
1 皮下注射 注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2 皮内注射 此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3 肌肉注射 当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4 腹腔注射 先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约05厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。
5 静脉注射 是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。
6 淋巴囊注射 蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。
(二)经口给药法
1 口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。
2 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约12mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。
(三)其它途径给药方法
1 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。
2 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
3 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
4 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
5 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。
6 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。
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